ЭКСТРАОПУХОЛЕВОЕ МИКРООКРУЖЕНИЕ ПРИ ПОЧЕЧНО-КЛЕТОЧНОМ РАКЕ
Ключевые слова:
цитотоксические Т-лимфоциты, ингибитор иммунных контрольных точек, опухолевое микроокружение, супрессорные клетки миелоидного происхождения, регуляторные Т-клетки, почечно-клеточная карцинома, опухолевые макрофаги, фактор роста эндотелия сосудовАннотация
Обзор направлен на изучение иммуносупрессивных механизмов, действующих в микроокружении опухоли почечно-клеточного рака. Сообщение содержит сбор основных литературных материалов по изучению факторов опухолевого роста, которые способствуют пролиферации опухолевых клеток и метастазированию, микроокружение опухоли (MEV) ограничивает иммунный надзор опухоль-ассоциированных антигенов и ограничивает эффективность ингибиторов иммунных контрольных точек. Хотя почечно-клеточная карцинома является одним из нескольких типов опухолей, чувствительных к ингибиторам иммунных контрольных точек, эффективность этих агентов, вероятно, будет ограничена различными инфильтрирующими опухоль миелоидными клетками костного мозга составляющие микроокружение опухоли MEV. Несколько стратегий, направленных на устранение появления этих клеток в опухолевой ткани или для нейтрализации их иммуносупрессивной функции, показали обнадеживающие результаты в моделях опухолей животных и клинических испытаниях.
Библиографические ссылки
Thorsson V., Gibbs D.L., Brown S.D., et al. The Immune Landscape of Cancer. // Immunity. 2018. 48(4). 812-830.
Rooney M.S., Shukla S.A., Wu C.J., et al. Molecular and genetic properties associated with local immune cytolytic activity. // Cell. 2015. 160. 48–61.
Senbabaoglu Y., Gejman R.S., Winer A.G., et al. Tumor immune microenvironment characterization in clear cell renal cell carcinoma identifies prognostic and immunotherapeutically relevant messenger RNA signatures. // Genome Biol. 2016. 17. 231.
Motzer R.J., Tannir N.M., McDermott D.F., et al. Nivolumab plus ipilimumab versus sunitinib in advanced renal cell carcinoma. // N Eng J Med. 2018. 378. 1277–90.
Samstein R.M., Lee C.H., Shoushtari A.N., et al. Tumor mutational load predicts survival after immunotherapy across multiple cancer types. // Nat Genet. 2019. 51(2). 202-206.
Caldwell R.W., Rodriguez P.C., Toque H.A., et al. Arginase: A Multifaceted Enzyme Important in Health and Disease. // Physiol Rev. 2018. 98(2). 641-665.
Budhwar S., Verma P., Verma R., Rai S., Singh K. The yin and yang of myeloid-derived suppressor cells. // Front Immunol. 2018. 9. 2776.
Okada S.L., Simmons R.M., Franke-Welch S., et al. Conditioned media from the renal cell carcinoma cell line 786-O drives human blood monocytes to a monocytic myeloid-derived suppressor cell phenotype. // Cell Immunol. 2018. 323. 49–58.
Guan X., Liu Z., Zhang J., Jin X. Myeloid-derived suppressor cell accumulation in renal cell carcinoma is correlated with CCL2, IL-17, and IL-18 expression in blood and tumors. // Adv Clin Exp Med. 2018. 27. 947–953.
Najjar Y.G., Rayman P., Jia X., et al. Myeloid-derived suppressor cell subset accumulation in renal cell carcinoma parenchyma is associated with intratumoral expression of IL-1β, IL8, CXCL5, and Mip-1α. // Clin Cancer Res. 2017. 23. 2346–2355.
Li J., Sun J., Li L., et al. HMGB1 promotes myeloid-derived suppressor cells and renal carcinoma immune escape. // Oncotarget. 2017. 8. 63290–63298.
Chevrier S., Crowell H.L., Zanotelli V.R.T., et al. Compensation of Signal Spillover in Suspension and Imaging Mass Cytometry. // Cell Syst. – 2018. - 6(5). - 612-620.
Motoshima T., Miura Y., Wakigami N., et al. Phenotypical change of tumor-associated macrophages in metastatic lesions of clear cell renal cell carcinoma. // Med Mol Morphol. 2018. 51. 57–63.
Chen Q., Wang J., Zhang Q., et al. Tumour cell-derived debris and IgG synergistically promote metastasis of pancreatic cancer by inducing inflammation via tumour-associated macrophages. // Br J Cancer. 2019. 121(9). 786-795.
Mei L., Shen C., Miao R., et al. RNA methyltransferase NSUN2 promotes gastric cancer cell proliferation by repressing p57(Kip2) by an m(5)C-dependent manner. // Cell Death Dis. 2020. 11(4). 270.
Karpel-Massler G., Nguyen T.T.T., Shang E., Siegelin M.D. Novel IDH1-Targeted Glioma Therapies. // CNS Drugs. 2019. 33(12). 1155-1166.
Mathew L.K., Lee S.S., Skuli N., et al. Restricted expression of miR-30c-2–3p and miR-30a-3p in clear cell renal cell carcinomas enhances HIF-2α activity. // Cancer Discovery. 2014. 4. 53–60.
Li B., Qui B., Walton Z.E., et al. Fructose-1,6-bisphosphatase opposes renal carcinoma progression. // Nature. 2014. 513. 251–255.
Bellesoeur A., Carton E., Alexandre J., Goldwasser F., Huillard O. Axitinib in the treatment of renal cell carcinoma: design, development and place in therapy. // Drug Des Devel Ther. 2017. 11. 2801–2811.
Qian C-N. Hijacking the vasculature in ccRCC--co-option, remodelling and angiogenesis. // Nat Rev Urol. 2013. 10(5). 300-304.
Slater S.C., Jover E., Martello A., et al. MicroRNA-532-5p Regulates Pericyte Function by Targeting the Transcription Regulator BACH1 and Angiopoietin-1. // Mol Ther. 2018. 26(12). 2823-2837.
Wragg J.W., Finnity J.P., Anderson J.A., et al. MCAM and LAM4A are highly enriched in tumor blood vessels of renal cell carcinoma and predict patient outcome. // Cancer Res. 2016. 76. 2314–2326.
Klysz D., Tai X., Robert P.A., et al. Glutamine-dependent α-ketoglutarate production regulates the balance between T helper 1 cell and regulatory T cell generation. // Sci Signal. 2015. 8(396). ra97.
Steggerda S.M., Bennett M.K., Chen J., et al. Inhibition of arginase by CB-1158 blocks myeloid cell-mediated immune suppression in the tumor microenvironment. // J Immunother Cancer. 2017. 5(1). 101.
Markowitz J., Wang J., Vangundy Z., et al. Nitric oxide mediated inhibition of antigen presentation from DCs to CD4+ T cells in cancer and measurement of STAT1 nitration. // Sci Rep. 2017. 7. 15424.
Geiger R., Rieckmann J.C., Wolf T., et al. L-Arginine Modulates T Cell Metabolism and Enhances Survival and Anti-tumor Activity. // Cell. 2016. 167(3). 829-842.
Lee Y.C., Su Y.T., Liu T.Y., et al. L-Arginine and L-Citrulline Supplementation Have Different Programming Effect on Regulatory T-Cells Function of Infantile Rats. // Front Immunol. 2018. 9. 2911.
Hornyak L., Dobos N., Koncz G., et al. The role of indoleamine-2,3-dioxygenase in cancer development, diagnostics, and therapy. // Front Immunol. 2018. 9. 151.
Mitchell T.C., Hamid O., Smith D.C., et al. Epacadostat plus pembrolizumab in patients with advanced solid tumors: Phase I results from a multicenter, open-label phaseI/II trial (ECHO-202/ KEYNOTE-307). // J Clin Oncol. 2018. 36(32). 3223-3230.
Vijayan D., Young A., Teng M.W.L., Smyth M.J. Targeting immunosuppressive adenosine in cancer. // Nat Rev Cancer. 2017. 17. 7090–7024.
Weber R., Fleming V., Hu X., et al. Myeloid-derived suppressor cells hinder the anti-cancer activity of immune checkpoint inhibitors. // Front Immunol. 2018. 11. 1310.
Díaz-Montero C.M., Rini B.I., Finke J.H. The immunology of renal cell carcinoma. // Nat Rev Nephrol. 2020. doi: 10.1038/s41581-020-0316-3.
Gabrilovich D.I. Myeloid-Derived Suppressor Cells. // Cancer Immunol Res. 2017. 5(1). 3-8.
Orillion A., Hashimoto A., Damayanti N., et al. Entinostat neutralizes myeloid-derived suppressor cells and enhances the antitumor effect of PD-1 inhibition in murine models of lung and renal carcinoma. // Clin Cancer Res. 2017. 23. 5187–5201.
Liu J.F., Deng W.W., Chen L., et al. Inhibition of JAK2/STAT3 reduces tumor-induced angiogenesis and myeloid-derived suppressor cells in head and neck cancer. // Mol Carcinog. 2018. 57. 429–439.
De Henau O., Rausch M., Winkler D., et al. Overcoming resistance to checkpoint blockade therapy by targeting PI3Kγ in myeloid cells. // Nature. 2016. 539. 443–447.
